PCR是體外人工選擇性擴(kuò)增DNA的一種方法，它類似于生物體內(nèi)DNA的復(fù)制。在生物體內(nèi)DNA復(fù)制需要模板、引物、DNA聚合酶、DNA解旋酶、 dNTPs；而體外PCR反應(yīng)同樣需要類似的成分，有模板、引物、PCR Buffer、Taq酶、dNTPs。其中引物是人工設(shè)計(jì)的特定序列，實(shí)現(xiàn)對(duì)特定位置的擴(kuò)增；PCR Buffer提供一個(gè)反應(yīng)的緩沖環(huán)境；反應(yīng)過(guò)程同生物體內(nèi)一樣，DNA雙鏈打開，引物結(jié)合模板，延伸形成新鏈。而這些過(guò)程在生物體內(nèi)靠DNA解旋酶解鏈，而在體外在通過(guò)控制反應(yīng)溫度實(shí)現(xiàn)的。如常用94℃變性模板DNA打開雙鏈，在退火溫度處引物結(jié)合到模板上，最后在72℃完成延伸，并反復(fù)重復(fù)此過(guò)程即可實(shí)現(xiàn)對(duì)特定片段DNA的大量擴(kuò)增。到第三循環(huán)開始才產(chǎn)生出和靶DNA區(qū)段相同的DNA分子，進(jìn)一步循環(huán)地產(chǎn)生出靶DNA區(qū)段的指數(shù)加倍。

在擴(kuò)增后期,由于產(chǎn)物積累,使原來(lái)呈指數(shù)擴(kuò)增的反應(yīng)變成平坦的曲線,產(chǎn)物不再隨循環(huán)數(shù)而明顯上升,這稱為平臺(tái)效應(yīng)。平臺(tái)期(Plateau)會(huì)使原先由于錯(cuò)配而產(chǎn)生的低濃度非特異性產(chǎn)物繼續(xù)大量擴(kuò)增，達(dá)到較高水平。因此，應(yīng)適當(dāng)調(diào)節(jié)循環(huán)次數(shù)，在平臺(tái)期前結(jié)束反應(yīng)， 減少非特異性產(chǎn)物。到達(dá)平臺(tái)期(Plateau)所需循環(huán)次數(shù)取決于樣品中模板的拷貝。

類型

1.菌落PCR（Colony PCR）不必提取基因組DNA，不必酶切鑒定，而是直接以菌體熱解后暴露的DNA為模板進(jìn)行PCR擴(kuò)增，省時(shí)少力。建議使用載體上的通用引物。通常利用此方法進(jìn)行重組體的篩選或者DNA測(cè)序分析。最后的PCR產(chǎn)物大小是載體通用引物之間的插入片斷大小。

菌落PCR與我們通常的普通DNA的PCR的不同在于，直接以單個(gè)菌作為模板。是一種可以快速鑒定菌落是否為含目的質(zhì)粒的陽(yáng)性菌落。操作簡(jiǎn)單，快捷，陽(yáng)性率較高，在轉(zhuǎn)化鑒定中較常見。

2.降落PCR（touch－downPCR）：降落PCR代表了一種完全不同的PCR優(yōu)化方法，它不是用許多反應(yīng)管和每管用不同的試劑濃度和循環(huán)參數(shù)，而是用一個(gè)反應(yīng)管或一小組反應(yīng)管，在適合于擴(kuò)增目的產(chǎn)物而不得到人為產(chǎn)物或引物二聚體的循環(huán)條件下反應(yīng)；設(shè)計(jì)多循環(huán)反應(yīng)的程序，使相連循環(huán)的退火溫度越來(lái)越低、由于開始時(shí)的退火溫度選擇高于估計(jì)的Tm值，隨著循環(huán)的進(jìn)行，退火溫度逐漸降到Tm值，并最終低于這個(gè)水平。這個(gè)策略有利于確保第一個(gè)引物－模板雜交事件發(fā)生在最互補(bǔ)的反應(yīng)物之間，即那些產(chǎn)生目的擴(kuò)增產(chǎn)物的反應(yīng)物之間。盡管退火溫度最終會(huì)降到非特異雜交的Tm值，但此時(shí)目的擴(kuò)增產(chǎn)物已開始幾何擴(kuò)增，在剩下的循環(huán)中一直處于主導(dǎo)地位。由于目標(biāo)是在較早的循環(huán)中避免低Tm值配對(duì)，在降落PCR中必需應(yīng)用熱啟動(dòng)技術(shù)。當(dāng)引物和模板的同源性未知時(shí)，降落PCR尤其有價(jià)值，當(dāng)引物是根據(jù)氨基酸序列設(shè)計(jì)的簡(jiǎn)并引物時(shí)，或者擴(kuò)增多基因家族成員時(shí)，或者想進(jìn)行進(jìn)化PCR時(shí)經(jīng)常會(huì)碰到這種情況。編設(shè)降落PCR程序的目的是要設(shè)定一系列退火溫度越來(lái)越低的循環(huán)，退火溫度的范圍應(yīng)該跨越15℃左右，從高于估計(jì)Tm值至少幾度到低于它10℃左右。目前大多數(shù)的PCR儀上都可以很方便地進(jìn)行降落PCR。遞減PCR通過(guò)在PCR 的前幾個(gè)循環(huán)使用嚴(yán)緊的退火條件提高特異性。循環(huán)設(shè)在比估算的Tm 高大約5℃的退火溫度下開始，然后每個(gè)循環(huán)降低1℃到2℃（當(dāng)然，也可以每幾個(gè)循環(huán)降1－2℃），直到退火溫度低于Tm 5℃。特異性最高的目的模板會(huì)被優(yōu)先擴(kuò)增，這些產(chǎn)物在隨后的循環(huán)中繼續(xù)擴(kuò)增占據(jù)優(yōu)勢(shì)。遞減PCR 對(duì)于那些不了解引物和目的模板同源性程度的方法更為有用，如AFLP? DNA 指紋分析。原理就在于，溫度的升高提高了PCR擴(kuò)增的特異性，但也提高了引物結(jié)合的難度，降低了擴(kuò)增的效率，因此一開始先用高溫?cái)U(kuò)增，保證擴(kuò)增的嚴(yán)謹(jǐn)性，待目的基因的豐度上升后，降低擴(kuò)增的溫度，提高擴(kuò)增的效率（此時(shí)非特異的位點(diǎn)由于豐度低，無(wú)法和特異位點(diǎn)競(jìng)爭(zhēng)）。但是，退火溫度TOUCH DOWN無(wú)法改善擴(kuò)增效率低的問(wèn)題，一般用于在雜模板中提高擴(kuò)增特異性

3.巢式PCR(Nest PCR):一種變異的聚合酶鏈反應(yīng)(PCR)，使用兩對(duì)（而非一對(duì)）PCR引物擴(kuò)增完整的片段。第一對(duì)PCR引物擴(kuò)增片段和普通PCR相似。第二對(duì)引物稱為巢式引物（因?yàn)樗麄冊(cè)诘谝淮蜳CR擴(kuò)增片段的內(nèi)部）結(jié)合在第一次PCR產(chǎn)物內(nèi)部，使得第二次PCR擴(kuò)增片段短于第一次擴(kuò)增。巢式PCR的好處在于，如果第一次擴(kuò)增產(chǎn)生了錯(cuò)誤片斷，則第二次能在錯(cuò)誤片段上進(jìn)行引物配對(duì)并擴(kuò)增的概率極低。因此，巢式PCR的擴(kuò)增非常特異。

4.不對(duì)稱PCR

低濃度的引物（限制引物）首先被用完，隨后只有高濃度的引物，繼續(xù)合成單鏈DNA。最后產(chǎn)物中99%是單鏈DNA。兩個(gè)引物的濃度相差100倍

5.RT-PCR

反轉(zhuǎn)錄RCR（reversetranscription PCR）和實(shí)時(shí)PCR（real time PCR）共同的縮寫。反轉(zhuǎn)錄RCR是以mRNA為模板進(jìn)行反轉(zhuǎn)錄反應(yīng)得到cDNA，然后以cDNA為模板通過(guò)PCR進(jìn)行DNA擴(kuò)增。而實(shí)時(shí)PCR(real-time PCR)，屬于定量PCR（Q-PCR）的一種，以一定時(shí)間內(nèi)DNA的增幅量為基礎(chǔ)進(jìn)行DNA的定量分析。

6.加端PCR! W6 D, E% r0 J) g9 U& B:X, F

加端PCR（add-pcr）是使擴(kuò)增產(chǎn)物的5’-末端加一段DNA順序的PCR。設(shè)計(jì)加端PCR的引物時(shí)，除與模板配對(duì)的那一部分外再加上若干堿基，這樣使擴(kuò)增產(chǎn)物的末端加上額外一段DNA，如加上一個(gè)限制酶的識(shí)別順序或特定功能的DNA片段。stoflet等報(bào)道在結(jié)構(gòu)基因前加上噬菌體t7的啟動(dòng)子，當(dāng)然也可用于DNA片段的末端標(biāo)記或引入特定的點(diǎn)突變。末端可加堿基的數(shù)量與引物的長(zhǎng)短有關(guān)，當(dāng)引物足夠長(zhǎng)時(shí)擴(kuò)增產(chǎn)物或末端甚至可以加上十幾個(gè)到幾十個(gè)堿基。

銜接物連接后PCR可以通過(guò)設(shè)計(jì)引物擴(kuò)增驗(yàn)證是否已經(jīng)連接上

模板

1.模板可以是多種形式，主要包括基因組DNA、質(zhì)粒DNA、攜帶病毒的基因組DNA、PCR產(chǎn)物，cDNA等，但不能為RNA。對(duì)于不同類型的模板，其主要不同在于預(yù)變性的時(shí)間以及模板的量。一般對(duì)于大的基因組DNA預(yù)變性時(shí)間10min足夠，質(zhì)粒DNA2min、攜帶病毒的基因組DNA預(yù)變性2min、PCR產(chǎn)物預(yù)變性2min即可。

注意cDNA為單鏈DNA，但仍可做PCR的模板，只不過(guò)在第一輪循環(huán)時(shí)只有一個(gè)引物結(jié)合，合成另一條鏈。從第二輪開始，兩個(gè)引物均與特異位點(diǎn)結(jié)合，從而實(shí)現(xiàn)了與常規(guī)PCR的接軌。而同作為單鏈的RNA卻不能進(jìn)行PCR擴(kuò)增，原因就在于實(shí)現(xiàn)PCR反應(yīng)的是DNA聚合酶，只能特意識(shí)別DNA鏈。

2.對(duì)于模版的量來(lái)說(shuō)，一般25ul體系DNA的質(zhì)量為50—100ng。對(duì)于基因組DNA由于其結(jié)構(gòu)比較復(fù)雜，提取的濃度也往往比較大，為防止?jié)舛冗^(guò)大對(duì)PCR造成影響，故需對(duì)提取的DNA進(jìn)行梯度稀釋。否則濃度過(guò)高則可能會(huì)引起非特異性擴(kuò)增。對(duì)于質(zhì)粒及PCR產(chǎn)物由于其結(jié)構(gòu)簡(jiǎn)單，且提取濃度一般較低，則無(wú)需稀釋。

引物

１．一般引物用貯液濃度為10uM。對(duì)于剛合成的引物可以根據(jù)期管壁上的說(shuō)明計(jì)算稀釋至10uM即可（一般引物說(shuō)明上配制的濃度往往過(guò)高，所以必須稀釋至10uM才能利用實(shí)驗(yàn)室最小刻度（0.5ul）的移液器取到）。另外引物一旦稀釋完畢，應(yīng)注意分裝小份，防止在用的過(guò)程中反復(fù)凍融引物而造成引物的失效。

2.一般25ul反應(yīng)中引物用量為0.5ul（終濃度要求為為0.1——1uM），若引物若放置時(shí)間比較長(zhǎng)，則可以適當(dāng)增加引物的用量。引物用量過(guò)多，容易導(dǎo)致引物二聚體（電泳時(shí)位于前方不成條帶的小片段）的出現(xiàn)。

附：

1.引物稀釋的方法：配制時(shí)首先將合成的引物12000r/min離心5min，室溫靜置１分鐘，然后再慢慢打開管蓋，根據(jù)引物合成單（或儲(chǔ)存引物的離心管）說(shuō)明加入一定量的滅菌水（引物說(shuō)明是加入Buffer，此處加入無(wú)菌水即可）以達(dá)到10uM的濃度，在漩渦振蕩器上充分振蕩5-10min，即配成10um的貯存液，-20℃保存?zhèn)溆?br>
PCRbuffer

一般PCR Buffer為10×的，使用時(shí)終濃度應(yīng)為1×。如25ul體系中，應(yīng)加入10×PCR Buffer為2.5ul。另外使用時(shí)應(yīng)注意是否添加了Mg2+，若沒(méi)有，則需要再單獨(dú)添加，有則無(wú)需。

Mg2+

推薦用量為１—４ｍM。濃度過(guò)低，影響PCR產(chǎn)物的產(chǎn)量，而濃度過(guò)高，則出現(xiàn)非特性擴(kuò)增。在PCR反應(yīng)中Mg2+濃度，需進(jìn)行優(yōu)化。

三磷酸脫氧核苷酸（dNTPs）

避免反復(fù)凍融，應(yīng)分裝小份。dNTP的濃度取決于PCR反應(yīng)體系中的特定靶序列的長(zhǎng)度，常用濃度為0.2 mM。 據(jù)此我們可以確定反應(yīng)體系中的dNTP的最低適宜濃度。當(dāng)dNTP的濃度大于50mmol/L時(shí)會(huì)抑制Taq酶的活性。需要注意的是dNTP與Mg2+之間的濃度關(guān)系。因?yàn)閐NTP中的磷酸基團(tuán)可與Mg2+結(jié)合，使反應(yīng)體系中游離Mg2+濃度下降從而影響Taq 酶的活性。

Taq酶

PCR使用的Taq酶在反應(yīng)時(shí)由于喪失3’——>5’外切核酸酶活性，因而不具有校正活性。在典型的一次PCR反應(yīng)中，taq酶造成的錯(cuò)誤的核苷酸錯(cuò)誤的摻入率大概為每20000個(gè)核苷酸中就有一個(gè)，雖然表面上看起來(lái)不會(huì)有多大的影響，但是在分子克隆中如果有一個(gè)錯(cuò)誤核苷酸摻入，很有可能造成移碼突變，影響是嚴(yán)重的。為彌補(bǔ)taq酶這一缺點(diǎn)常將克隆后的序列進(jìn)行測(cè)序，來(lái)確認(rèn)所擴(kuò)增序列的準(zhǔn)確性。同時(shí)也可采用保真度更高的Pfu DNA Polymerase，來(lái)確保擴(kuò)增的準(zhǔn)確性，Pfu DNA Polymerase有3 ’-5’的外切酶活性，5’-3’外切酶活性，是目前已發(fā)現(xiàn)的所有耐高溫DNA 聚合酶中出錯(cuò)率最低的。但PCR產(chǎn)物為平端，不能進(jìn)行Ta克隆！而解決此問(wèn)題的辦法是使用TaqPlus DNA Polymerase，該酶是Taq 酶和pfu Polymerase的混合物，因此既能保證準(zhǔn)確性又能保證能夠進(jìn)行Ta克隆。在使用中應(yīng)該注意如下問(wèn)題：

1．25ul體系中一般用量為0.1ul（用槍頭沾一下即可），用量過(guò)多可能會(huì)出現(xiàn)非特異性擴(kuò)增。

2.PCR體系構(gòu)建過(guò)程中最后加入的一種成分，因此只有在其他試劑加完之后才可從冰箱中取出加入。

3.Taq酶中含有甘油，故不結(jié)冰，若結(jié)冰則應(yīng)丟棄。

4.對(duì)于預(yù)變性時(shí)間較長(zhǎng)的PCR反應(yīng)，應(yīng)在預(yù)變性即將結(jié)束后加入酶，減少長(zhǎng)時(shí)間高溫對(duì)酶活力造成的損傷。

5.保存時(shí)間過(guò)長(zhǎng)的酶可以適當(dāng)增加用量。

體系構(gòu)建

1.加樣原則是酶最后加，倒數(shù)第二加的為模板。加樣時(shí)應(yīng)從離心管底部將各成分依螺旋式上升的方式加到管壁上。如果做多管PCR，那么按照如下方法計(jì)算出公共成分做n管時(shí)所需總體積然后混合均勻之后再分裝到各個(gè)離心管中去，這樣可以有效地避免誤差及污染。

V總 =V標(biāo)×（n+1）

其中V總需配制的總體積V標(biāo)每管PCR反應(yīng)需要某成分的標(biāo)準(zhǔn)體積，n表示所做PCR的管數(shù)。

2設(shè)立適當(dāng)?shù)年?yáng)性對(duì)照和陰性對(duì)照，檢測(cè)PCR各試劑的可用性及污染性，便于對(duì)電泳結(jié)果準(zhǔn)確的分析。

預(yù)實(shí)驗(yàn)

準(zhǔn)備一個(gè)冰盒，并將做PCR的各試劑（除酶）、模板及無(wú)菌水放到冰上融化，設(shè)置PCR儀上反應(yīng)程序。

實(shí)驗(yàn)步驟

下列步驟均在冰上操作

1. 取1.5ml離心管，加入各公共成分（除酶）的V總，然后分裝于各PCR管中，最后將酶加入。

2. 瞬時(shí)離心10s，將各成分混勻。

3. 放入PCR儀反應(yīng)。

4. 4℃冰箱保存。

5. 電泳檢測(cè)。

注：常用于PCR的DNA聚合酶多要求反應(yīng)必須冷啟動(dòng)，即反應(yīng)必須在瞬間從低溫達(dá)到變性溫度（一般94℃）。但有些酶需要熱啟動(dòng)，則無(wú)需在冰上操作，但酶同樣還是需要現(xiàn)用現(xiàn)取，保持酶的最大活性。